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5. Dopaminausschüttung

Inhaltsverzeichnis

5. Dopaminausschüttung

Die Dopaminausschüttung erfolgt hauptsächlich durch e Nervenzellen in der pars compacta und im en Tegmentum. Diese Nervenzellen projizieren über ihre Axone in verschiedene Regionen des Gehirns, wie das und den , und beeinflussen dort verschiedene Funktionen wie Bewegung, Erlernen von Gewohnheiten, Belohnung und . Auch e Nervenzellen können ausschütten, insbesondere im präen Kortex. Es gibt verschiedene Formen der Neurotransmitterübertragung, darunter die endokrine Transmission, die Volumenübertragung und die synaptische Transmission.
wird aus synaptischen und nicht-synaptischen en freigesetzt. Die Dopaminfreisetzung aus synaptischen en erfolgt durch die Fusion der mit der präsynaptischen Plasmamembran. Es gibt verschiedene Arten der Vesikelfusion, darunter das einfache Ereignis (vollständige Vesikelfusion mit der Membran) und das komplexe Ereignis (Teilausschüttung aus ).
kann aus dem oder den en freigesetzt werden. Die somatodendritische Dopaminfreisetzung spielt eine Rolle bei der motorischen Kontrolle, der und dem Lernen. Die Dopaminausschüttung aus dem Dopamintransporter (-Efflux) kann durch Veränderungen des Membranpotenzials und der extrazellulären Ionenkonzentrationen sowie durch die Aktivierung von intrazellulären Signaltransduktionsnetzwerken induziert werden.
und bewirken (neben ihrer primären Funktion als Dopaminwiederaufnahmehemmer) eine erhöhte Dopaminausschüttung und tragen dadurch zu einem erhöhten extrazellulären Dopaminspiegel bei. erhöht den -Efflux durch die Erhöhung der Verfügbarkeit von nach innen gerichteten DATs und die Induktion ungekoppelter Ströme. Methylphenidat erleichtert die Bewegung von Dopaminvesikeln von den Speicherpools zu den funktionellen Pools.

5. Dopaminausschüttung

Die Darstellungen dieses Beitrags basieren auf den Arbeiten von Liu und Kaeser.
Eine sehr umfassende Darstellung er Neuronen und ihres Verhaltens findet sich bei Marinelli und McCutcheon.

5.1. Nervenzellen mit Dopaminausschüttung

5.1.1. Dopaminerge Nervenzellen

Die tonischen wie die phasischen en Signale stammen von -Neuronen in der pars compacta und im , die beide im Mittelhirn liegen. Diese innervieren über Axone u.a. den gesamten en bis en Bereich des Striatums und den . Die Pars compacta beinhaltet mehr als 70 % aller en Neuronen des Menschen (bei jungen Menschen insgesamt ca. 400.000).
Mehr hierzu im vorangegangenen Beitrag Dopaminbildung und Einlagerung unter Gehirnregionen, in denen Dopamin entsteht

Die en Projektionen der in das e Striatum beeinflussen willkürliche Bewegungen und Erlernen von Gewohnheiten, die -Projektionen in das e Striatum beeinflussen Belohnung und .
Mehr hierzu unten.

5.1.2. Noradrenerge Nervenzellen

Da Dopamin neben dem auch durch wiederaufgenommen (siehe Beitrag Dopaminwiederaufnahme, Dopaminabbau) und von diesen in eingelagert wird (insbesondere im ), dürfte das so aufgenommene auch aus en Zellen ausgeschüttet werden. Im scheint ausschließlich aus en Neuronen zu stammen. Werden die en Zellen des inaktiviert, sinkt der extrazelluläre - und Noradrenalinspiegel im .

5.2. Formen der Neurotransmitterübertragung

Es existieren verschiedene Formen der Übertragung (Transmission) von Neurotransmittern. Diese unterscheiden sich in der Präzision der Freisetzung und in der Organisation der Rezeptoren.

5.2.1. Allgemeine Formen der Neurotransmitterübertragung

5.2.1.1. Endokrine Transmission

Endokrine Zellen schütten in der Regel Hormone als Transmitter aus. Die Freisetzung erfolgt an der Zelloberfläche. Die Transmitter überwinden Strecken von Millimetern bis Metern durch den extrazellulären Raum und den Blutstrom zu weit entfernten Rezeptoren. Endokrine Zellen zeigen häufig keine speziell gestaltete Freisetzungsstellen.

5.2.1.2. Volumenübertragung

Bei der Volumenübertragung diffundieren Transmitter weiträumiger. Die Transmitter werden meist aus spezialisierten Stellen freigesetzt, die der aktiven Zone ähnlich sind. Die Entfernung zu den Rezeptoren bestimmt deren Aktivierung und ist daher von einem steilen Transmitter-Konzentrationsgradienten geprägt. Volumentransmission ermöglicht somit die Verbreitung des Neurotransmitters über eine größere Entfernung (mehr als 10 μm, anstatt lediglich 30-40 nm in der klassischen Synapse). Dadurch kann Volumentransmission ca. 200 Dopaminsynapsen adressieren, anstatt nur eine postsynaptische Membran in der klassischen Synapse. Dies könnte ein Faktor der Kreuzwirkung von sein.
Volumenübertragung bei en Synapsen wird zuweilen bezweifelt. Der Unterschied zwischen Volumenübertragung und synaptischer Übertragung ist universell und betrifft z.B. auch das e System.

5.2.1.3. Synaptische Transmission

Bei der synaptischen Übertragung besteht eine sehr enge räumlichen Kopplung von wenigen zig Nanometern zwischen der Transmitter ausschüttenden aktiven Zone und den Rezeptorclustern. Aktive Zone und Rezeptorcluster sind oft auf subsynaptischer Ebene aufeinander ausgerichtet. Die Signalübertragung findet nur innerhalb des synaptischen Spalts statt, was eine genaue und effiziente Rezeptoraktivierung bewirkt.

5.2.2. Dopaminerge Transmission

wird aus synaptischen und nicht-synaptischen en freigesetzt.
Die meisten -Varikositäten sind nicht an postsynaptische Zellen und Dichten gebunden. Verschiedene Studien legen eine verteilte Lokalisierung nahe.
D1

  • breit auf D1- lokalisiert
  • mit somatischen, dendritischen Schaft- und dendritischen Stachellokalisationen
  • Zuweilen treten sie in Gruppen auf.

D2

  • innerhalb von D2-MSNs breit verteilt
  • ggf. verstärkt in en Dendriten

In -Varikositäten mit synaptisch-ähnlichen Kontakten finden sich D1 und D2

  • selten in der gegenüberliegenden postsynaptischen Membran
  • häufig perisynaptisch (innerhalb von 100 nm von den Rändern der synaptisch ähnlichen Apposition)
  • häufig extrasynaptisch (jenseits von 100 nm des synaptisch ähnlichen Kontakts)

Dopaminrezeptoren scheinen mithin zwar teilweise auf MSNs gebündelt zu sein. Die Mehrheit der -Rezeptoren ist (bislang) nicht in synapsenartigen Anlagerung nachweisbar.
Daher sollte der Begriff “-Synapse” nicht eng verstanden werden, im Sinne einer postsynaptischen Struktur, die Dopaminrezeptoren beinhaltet, sondern weit, im Sinne eines -Übertragungssystems.

Reserpin blockiert VMAT und damit die Einlagerung von in die . Mit Reserpin behandelte Hasen sind paralysiert. Eine Gabe von L-DOPA, einem Präkursor von , stellte die Bewegungsfähigkeit wieder her, trotz fortbestehender VMAT-Blockade. Das Gehirn kann mithin ohne -Dopamin und ohne präzise vesikuläre Freisetzung in Synapsen L-DOPA verstoffwechseln und für die Fortbewegung nutzen.
ist so in der Lage, auch ohne präzise synaptische Kommunikation Signale zu übertragen: die sogenannte Volumenübertragung.

5.2. Dopaminausschüttung aus Vesikeln

sind ca. einen Mikrometer kleine, in der Zelle gelegene, rundliche bis ovale Bläschen, die von einer doppelten Membran oder einer netzartigen Proteinhülle umgeben sind. Die bilden eigene Zellkompartimente, in denen verschiedene zelluläre Prozesse ablaufen. sind für die Lagerung / Speicherung verschiedener vieler Stoffe in der Zelle verantwortlich.

  • Exozytotische
    • speichern Stoffe für die Freisetzung aus der Zelle durch Fusion der mit der Zellmembran:
      • Membranproteine, die zunächst in der Vesikelmembran lokalisiert sind und nach der Fusion automatisch zur Zellmembran gehören
      • synaptische für die von Neurotransmittern
  • endozytotische
    • dienen zur Aufnahme von Stoffen in die Zelle und dem Recycling von Membranproteinen

Eine -Ausschüttung aus einer Zelle kann zwischen 170 und 4000 Mal pro Sekunde erfolgen.

5.2.1. durch Vesikelfusion mit Plasmamembran

Die Fusion exozytischer synaptischer mit der präsynaptischen Plasmamembran wird durch die Bildung des SNARE-Komplexes ausgelöst. Der SNARE-Komplex besteht aus

  • dem vesikulären SNARE Synaptobrevin-2/VAMP-2 und
  • den Plasmamembran-SNARE-Proteinen Syntaxin-1 und SNAP-25.
    Eine Dopaminausschüttung fand sich auch bei en nur dort, wo auch Synaptobrevin-2/VAMP-2 festzustellen war.
    Ein kleiner Teil der mit gefüllten wird mittels Synapsin an das Aktinskelett der aktiven Zone in der Nähe spannungsgesteuerter Membran-Kanäle gebunden und dort aktiviert. Depolarisiert ein Aktionspotenzial die präsynaptische Plasmamembran, tritt durch diese Kanäle ein und löst mittels Synaptotagmin 1, 2 oder 9, die als Sensoren fungieren, die Fusion der mit der Membran aus. Dann treten die aus den Vesikeln in den synaptischen Spalt aus, um postsynaptische Rezeptoren (oder präsynaptische Autorezeptoren, die teils sehr nah an der präsynaptischen Dopaminausschüttung positioniert sind) zu aktivieren.
    Botulinumtoxin A und B spalten SNAP-25 und Synaptobrevin-2 und hemmen so das Andocken der an die Zellmembran. Tetanus Toxin spaltet ebenfalls Synaptobrevin-2, hemmt die Dopaminausschüttung jedoch nicht immer.

5.2.2. Funktion von Synapsen

Grundlegend zur Funktion von Synapsen: Deutsch: Hinghofer-Szalkay. Englisch: Synapseweb.

Chemische Synapsen bestehen aus

  • präsynaptischem Apparat für die Transmitterfreisetzung
  • postsynaptischem Apparat für die rezeptorvermittelte Signaltransduktion

Gray-Typ:

  • Gray-Typ I
    • asymmetrische Synapse
  • Gray-Typ II
    • symmetrische Synapse
5.2.2.1. Dopaminerge Synapsen

-Synapsen finden sich häufig in dendritischen Schäften und Stacheln von Mittelgroßen Dornentragenden Projektionsneuronen (), den Hauptneuronen im .
-Neuronen des Mittelhirns projizieren dicht in das und bilden sogenannte -Synapsen an anderer . Die postsynaptischen Dopaminrezeptoren hier sind weit von Dopaminsynapsen entfernt, sodass bislang unklar ist, wie Dopaminsynapsen an der en Übertragung beteiligt sind. Einzelne vesikuläre Fusionsereignisse können D1 und D2 aktivieren, wobei nahe gelegene Rezeptoren mit größerer Wahrscheinlichkeit durch aktiviert werden, als weiter entfernte. Die genaue Organisation der Dopaminrezeptoren im Verhältnis zu den Freisetzungsstellen ist bislang nicht bekannt.

Dopaminerge dendritische Synapsen adressieren GABA

Eine Studie fand, dass -Synapsen Kontakte zwischen en präsynaptischen und ergen postsynaptischen Strukturen darstellen:
Die präsynaptische Struktur ierte:

  • (relevant für Dopaminsynthese)
  • VMAT2 (Relevant für Vesikelfüllung)
  • (relevant für Dopaminwiederaufnahme)

Die postsynaptische Struktur der Dopaminsynapsen ierte GABAerge Moleküle:

  • Neuroligin-2 (postsynaptisches Adhäsionsmolekül)
    • fördert die präsynaptische Differenzierung in Axonen von -Neuronen des Mittelhirns und striatalen ergen Neuronen
  • Gephyrin (postsynaptisches Gerüstmolekül)
  • -A-α1-Rezeptoren
  • ohne spezifische Clusterbildung von Dopaminrezeptoren

Eine Eliminierung von Neuroligin-2 im bewirkte

  • signifikanten Rückgang der -Synapsen
  • reziproken Anstieg der ergen Synapsen an -Dendriten

Neuroligin-2 scheint die Bildung von Synapsen im zu steuern, indem es heterologen -Synapsen einen Wettbewerbsvorteil gegenüber konventionellen ergen Synapsen verschafft. Da MSN-en bevorzugte Ziele von Dopaminsynapsen sind und hohe Mengen an Dopaminrezeptoren ieren, könnte die Bildung von Dopaminsynapsen dazu dienen, die Spezifität und Wirksamkeit der en Modulation des striatalen Outputs zu erhöhen, indem Dopaminfreisetzungsstellen an Dopaminsensor-Zielen verankert werden.

Dopaminrezeptoren sind mit den aktuell (2021) verfügbaren Instrumenten nicht in postsynaptischen Strukturen auffindbar, sodass offen ist, ob und in welchem Ausmaß in Dopaminsynapsen Dopaminrezeptoren vorzufinden sind.

5.2.2.2. Domänen-Überlappungsmodell

Immer mehr Beweise deuten darauf hin, dass die -Signalübertragung nicht nur zeitlich dynamisch, sondern auch räumlich organisiert ist.
Neben der synaptischen Punkt-zu-Punkt-Übertragung und der breiten (extrazellulären?) Neurotransmitterübertragung könnte ein Domänen-Überlappungsmodell relevant sein, bei dem Freisetzung und Rezeptoren in mikrometergroßen Strukturen relativ zueinander angeordnet sind. Dieses basiert auf einer schnellen Freisetzung, gefolgt von einer Diffusion mit einer mikrometergroßen Freisetzungs-Rezeptor-Organisation.
Dieses Modell soll einerseits die Aktivierung von Rezeptoruntergruppen ermöglichen, die sich während der Grundaktivität in mikrometergroßen Domänen von Freisetzungsstellen befinden, und andererseits eine breitere Rezeptoraktivierung mit Domänen-Überlappung, wenn das Feuern über -Neuronenpopulationen hinweg synchronisiert ist. Diese Signalstruktur könnte zusammen mit den Eigenschaften der Dopaminfreisetzung erklären, wie die Umschaltung der smodi eine breite und dynamische Rolle von unterstützt und zu einer deutlichen Modulation der Signalwege führen kann.

5.2.3. Arten der Vesikelfusion: einfaches Ereignis / komplexes Ereignis

Die Fusionspore großer Dense-Core- kann in mindestens zwei Zuständen existieren:

  • “einfaches Ereignis”
    • einzelner traditioneller (80 bis 85 % der Vesikelfusionen)
    • vollständige Fusion
    • setzt so viel vesikuläres frei wie das erste Flackern eines komplexen Ereignisses
    • Vesikelmembran wird danach recycelt, entweder über “Bulk-” oder über Clathrin-beschichtete Intermediate.
  • “komplexes Ereignis”, “Kiss and run”, eine schnelle Folge von Spikes, deren Amplitude vom ersten bis zum letzten allmählich abnimmt (15 bis 20 % der Vesikelfusionen)
    • vorübergehende Fusion über eine Fusionspore, ohne vollständig zu fusionieren (“Kiss-and-Run”-Fusion = vorübergehende und reversible Exozytose)
    • entsprechend einem Flackern der -Fusionspore, einem “Fuß” mit einer kleinen (~3 nm Durchmesser) reversiblen Fusionspore
    • jedes “Flackern” setzte 25 bis 30 % des vesikulären frei (vs. < 1 %)
    • ermöglicht schnelle Wiederverwendung von Vesikeln ohne langsames Recycling zu durchlaufen
    • tritt in adrenalen Chromaffin- und anderen großen Dense-Core-Vesikeln auf
    • ist wesentlich kürzer als eine vollständige Vesikelfusion (100-150 µs vs. 10.000-500.000 µs)
    • tritt in adrenalen Chromaffin-Vesikeln mit einer viel höheren Frequenz auf als in Dense-Core-Vesikeln (4000 Hz vs. 170 Hz)

Die Modulation der Fusionspore kann somit die Menge und Kinetik der Transmitterfreisetzung beeinflussen und erfolgt möglicherweise via Proteinkinase C.
Medikamente können PKC beeinflussen.

  • Erhöhte Proteinkinase C -Aktivität:
    • erhöht die Anzahl der Ereignisse pro Stimulus
    • verringert den Anteil komplexer Ereignisse
    • vergrößert die Fusionspore, erhöht einfache Ereignisse / vollständige Fusion
  • Verringerte Proteinkinase C -Aktivität (z.B. durch den nichtselektiven Kinaseinhibitor Staurosporin):
    • verringert die Anzahl der Ereignisse pro Stimulus bei erhöhter Stimulus-Frequenz
    • erhöht den Anteil komplexer Ereignisse
    • Knockout oder Hemmung der atypischen Proteinkinase C theta (aber nicht der verwandten atypischen Proteinkinase C delta) verringert der quanta

5.2.4. Langsame Wiederauffüllung er Vesikel

Der Pool leicht freisetzbarer Dopaminvesikel füllt sich nur langsam wieder auf. Die Erschöpfung der Dopaminfreisetzung nach einem einzigen Reiz hält mehrere Dutzend Sekunden lang an. Die Wiederherstellung der sbereitschaft dauert mithin ein bis zwei Größenordnungen länger als bei schnellen Synapsen. Da die Auffüll-Geschwindigkeit entscheidend für den Frequenzbereich ist, in dem ein Übertragungssystem arbeiten kann, und da Dopaminrezeptoren “langsame” s sind, ist das Dopaminsystem für die hochfrequente Informationsübertragung nicht gut geeignet.

Die Menge und Häufigkeit der von Neurotransmittern aus Vesikeln ist variabel. Die Idee, dass jede eine gleich hohe, fixe Menge des Neurotransmitters freisetzt (das “Quantum”), ist überholt.

Auch Dopaminrezeptoren von Wirbeltieren sind langsam. Es handelt sich um ausschließlich G--gekoppelte Rezeptoren (D1-artige Rezeptoren: Gs/olf; D2-artige Rezeptoren: Gi/o), die um Größenordnungen langsamer sind als ionotropen Rezeptoren.

5.3. Axonale und somatodendritische Freisetzung

Grundsätzlich können auf mehreren Wegen übertragen werden:

  • vom (axoaxonal)
    • Axonstamm an Synapse
    • Axonendköpfchen an Synapse
    • in Extrazellulärraum (nondirected synapses)
  • von der Zellmembran auf Synapsen (axosomatisch)
  • von en auf Synapsen (axodendritisch)
    • enstamm an Synapsen
    • en-Dornfortsätzen an Synapsen

wird auf verschiedenen Wegen freigesetzt:

5.3.1. Axonale Freisetzung, axonale en

Das gebildete wird über Nervenbahnen (Axone) in e Zellen transportiert. Dort wird es in eingelagert, die später an die Zellmembran herangeführt und dann auf elektrische Impulse hin ausgeschüttet werden, u.a. in den ca. 20 bis 40 Nanometer breiten und 0,5 Nanometer tiefen synaptischen Spalt. Pro elektrischem Impuls werden rund 1000 Dopaminmoleküle ausgeschüttet. Es ist denkbar, dass -Varikositäten auch ohne Synapsen in den Extrazellulärraum ausschütten.

Axone vermitteln den größten Teil der Dopaminübertragung. Eine Blockade oder ein Knockout von VMAT2 beendet die Dopaminübertragung.
Lediglich rund 17 % der en schütten aus. -Axone sind nicht myelinisiert (und leiten damit langsam) und stark verästelt. Möglicherweise gelangen daher nicht alle Aktionspotenziale der somatischen -Neuronen bis zu den -Varikositäten.

Dopaminterminale bilden häufig in engem räumlichem Kontakt eine Triade mit anderen Axonen. Dabei ist ein sowohl mit dem präsynaptischen Element als auch mit dem postsynaptischen (in der Regel dendritischen) Ziel verbunden. Triaden sind weitverbreitet in , und . Diese Triaden können sowohl - als auch Serotonin- oder adrenerge Terminale enthalten.

5.3.2. Somatodendritische Freisetzung

Die Dopaminfreisetzung in der geht von en aus. Die Freisetzung von aus en ist kalziumabhängig, vesikulär, erfolgt spontan und RIM-abhängig. RIM ist ein wichtiges Gerüstprotein für die Transmitterfreisetzung. Damit ähnelt die Dopaminfreisetzung aus en der aus Axonen. Es wurde jedoch bislang nicht identifiziert, an welchen Stellen die dendrodendritischen Übertragung erfolgt.

  • Somatodendritische Dopaminfreisetzung erfolgt primär aus en, nicht aus Zellkörpern (Soma)
    • auch en ohne erkennbare en schütteten aus
    • ebenso wie dendritische Äste mit (Axonterminalen ähnelnden) Boutonstrukturen
    • dendritische Dopaminausschüttung scheint räumlich auf die unmittelbare Umgebung der Freisetzungsstelle beschränkt zu sein, anders als axonale Freisetzung, die sich in einem größeren räumlichen Bereich ausbreitet
  • Kann auch von spezialisierten sekretorischen Organellen ausgehen, da Dopamin hauptsächlich in tubulo-vesikulären Strukturen gespeichert wird, die dem glatten endoplasmatischen Retikulum im Soma oder den en ähneln

Die somatodendritische Dopaminfreisetzung in Mittelhirnregionen (insbesondere in pars compacta () und ), ist beteiligt an:

  • einer Vielzahl von Funktionen, die der -Neuromodulation zugeschrieben werden:
    • motorische Kontrolle (via )
    • Lernen
  • der Verzögerung des Auftretens von Parkinson-Symptomen, indem sie die umfangreiche axonale Degeneration der -Dopamin-en kompensiert

Die somatodendritische Dopaminfreisetzung reguliert das e System über zwei Mechanismen:

  • Das in und im freigesetzte aktiviert D2-Autorezeptoren
    • Die D2-Autorezeptoren regulieren die Erregbarkeit von -Neuronen über GIRK-Kanäle (Selbsthemmung)
      • Diese Selbsthemmung der Dopaminausschüttung reguliert wiederum
        • die Dopaminfreisetzung in en Regionen, die eine dichte axonale Innervation von -Neuronen des Mittelhirns erhalten (insbesondere und )
        • die Freisetzung in und
          • im z.B. für Induktion einer Verhaltenssensibilisierung auf Amphetamin durch Aktivierung lokaler D1-Rezeptoren relevant
  • ische Projektionen von in pars reticulata ()
    • aktivieren D1-Rezeptoren
    • regulieren / aktivieren die der primären ergen Neuronen der
      • via D1-/D5-Rezeptoren
      • könnten Rückkopplungssignale zur -Regulierung zwischen pars compacta und pars reticulata aktivieren
      • was wiederum die axonale -Freisetzung beeinflussen könnte

5.4. Aktive Zone

Die Aktive Zone ist ein Proteinnetzwerk. Sie findet sich in Nervenzellen und Axonen unmittelbar gegenüber von Synapsen. Die aktive Zone einer Synapse dockt synaptische an und stimuliert diese. Dadurch bildet die aktive Zone einen Pool leicht freisetzbarer , und positioniert diese in bestimmten Abständen zu präsynaptischen Kanälen, womit sie die vesikuläre Freisetzungswahrscheinlichkeit steuert. Nur wenige Prozent der vorhandenen sind Teil des freisetzungsbereiten Pools.

5.4.1. Aktive Zone in Nervenzellen

Die synaptische Übertragung zeichnet sich durch ihre Geschwindigkeit und ihre räumliche Präzision aus. Die Fusion synaptischer mit der Zellmembran erfolgt in weniger als einer Millisekunde nach Eintreffen eines Aktionspotenzials. Die Freisetzung aus einem erfolgt räumlich exakt gegenüber postsynaptischen Rezeptoren aus der Aktiven Zone. Die Aktive Zone bindet , die zur Freisetzung vorbereitet sind, an die präsynaptische Plasmamembran in der Nähe von Kanälen.
Die Aktive Zone besteht aus den molekularen Gerüsten:

  • große Gerüstproteine
    • Bassoon
    • Piccolo
  • Proteinkomplexe der aktiven Zone
    • RIM
    • RIM-BP
    • ELKS
    • Munc13
    • Liprin-α
  • SNARE-Komplex-Proteine
    • VAMP
    • SNAP-25
    • Syntaxin

Dies gelte auch für Aktive Zonen in Axonen.

5.4.2. Aktive Zone in Axonen

-Axone enthalten aktive, zonenähnliche Proteingerüste aus:

  • RIM
    • Nur 30 % der en von en Axonen enthalten RIM. RIM und MUNC13 sind (wie in konventionellen Synapsen) für die Funktion einer aktiven Zone unabdingbar. Dies könnte erklären, warum nur 20 % bis 30 % der en von Axonen aktiv ausschütten.
  • ELKS2
  • Bassoon
    • eine Deaktivierung der Bassoon verringert die Neurotransmitterausschüttung
  • Munc13-1 (vermutlich)

30 % der -Varikositäten enthalten postsynaptische Dichten und bilden erge synaptische Strukturen mit präsynaptischem Neurexin und postsynaptischem Neuroligin-2. Daher könnte auch an Axonen nur an Synapsen freigesetzt werden. In der befindet sich D1-Rezeptoren an präsynaptischen Stellen auf Axonen mit kleinem Durchmesser, die nicht in Kontakt mit -positiven Elementen stehen, und auf terminalen , die symmetrische Synapsen auf -positiven oder -negativen en bilden.

5.4.3. Aktive Zone in en

Die somatodendritische Dopaminfreisetzung scheint ebenfalls mittels Aktiver Zonen zu funktionieren. Auch hier ist die Neurotransmitterauasschüttung an die Existenz von Bassoon geknüpft.

5.5. Dopaminausschüttung aus ()

Der kann nicht nur (wieder-)aufnehmen, sondern auch ausschütten ().
Der -Efflux wird gesteuert durch:

  • Veränderungen des Membranpotenzials
  • Verringerte extrazelluläre Na+
  • Verringerte extrazelluläre Cl-
  • Veränderungen des intrazellulären Na+
  • Aktivierung eines intrazellulären Signaltransduktionsnetzwerks
    • durch z.B.
      • extrazelluläres
        • Die in Mittelhirn--Neuronen ierten D2-Autorezeptoren hemmen die neuronale Zündung durch Öffnen von K+ Kanälen und Schließen von Kanälen. Die K+ Kanal-induzierte Hyperpolarisation übersteuert andere durch ausgelöste Ströme. D2-en bewirkten, dass niedrige Dopaminkonzentrationen das neuronale Feuern nicht wie sonst verlangsamten, sondern die um das Drei- bis Vierfache erhöhten. Dieses erhöhte Feuern wurde durch die -Antagonisten Kokain oder GBR12909 blockiert, was zeigt, dass Dopamin ausschütten können.
    • unterstützt von z.B.
      • Kinase C (PKC) beta(II)
      • Calmodulin kinase II (CaMKII) alpha
        • deutet auf Beteiligung er Signal- und Phosphorylierungsmechanismen hin
      • erhöhter wird durch 2 vermittelt

5.5.1. -induzierter

Amphetamin-induzierter benötigt eine N-terminale des . Die N-terminale verschiebt den von einem “widerwilligen” in einen “willigen” Zustand für den -induzierten -Efflux, ohne die (Wieder-)aufnahme zu beeinflussen.
Der -induzierte -Efflux beruht auf der Fähigkeit von :

  • die Verfügbarkeit von bis dahin nach innen gerichteten DATs zu erhöhen
  • ungekoppelte Ströme zu induzieren
  • die intrazelluläre Natriumaktivität zu erhöhen
  • die intrazelluläre Kinaseaktivität zu erhöhen

Die Affinität des Wildtyp- für den scheint mehr als 300-mal geringer als die für die Aufnahme.

Methylphenidat soll die -Freisetzung demgegenüber dadurch erhöhen, dass es die Bewegung dieser Transmitter von den Speicherpools zu den funktionellen Pools innerhalb der Nervenenden erleichtert.

5.6. Geschwindigkeit und Dauer der -Ausschüttung

Die Studienergebnisse zu den Latenzzeiten für den Dopaminanstieg bis zum Höhepunkt und den Wiederabbau in und Mittelhirn sind unterschiedlich.

Auffassung 1: schneller als Mittelhirn

  • :
    • Höhepunkt der Dopaminkonzentration binnen ∼200 ms erreicht
    • Abbau nach einigen hundert Millisekunden
  • Mittelhirn:
    • verlängerten Anstieg extrazellulären Dopamins, da
      • -(Wieder-)Aufnahme durch verringert
      • extrazellulärer Volumenanteil erhöht
    • :
      • Höhepunkt der extrazellulären Dopaminkonzentration 2000-3000 ms nach singulärem Reiz
      • bleibt für mehrere Sekunden erhöht

Auffassung 2: und Mittelhirn ungefähr identisch

  • vergleichbare Latenzzeit für den Dopaminanstieg bis zum Höhepunkt
  • Halbwertsbreite des -Transienten im Mittelhirn war weniger als doppelt so groß wie die im = geringer Unterschied
    • vermutlich aufgrund -Anzahl-Anstieg im
  • Gesamtmenge des freigesetzten Dopamins unterschiedlich

5.7. Dopaminspiegel vor und während der

Der normale e extrazelluläre Dopaminspiegel in Ruhe beträgt ca. 4 nM.
Durch einen normalen Nervenimpuls steigt der Dopaminspiegel kurzfristig auf etwa 250 nM an, erreicht somit ca. das 60-fache des Basalwerts.
Danach fällt der extrazelluläre Dopaminspiegel wieder auf 4 nM zurück, primär durch Diffusion sowie weiter durch Wiederaufnahme.

Eine Gabe von 0,5 mg / kg D- verändert diese Werte auf:

  • ca. 25 nM extrazellulärer Basalwert
  • ca. 500 nM Spitzenwert bei Nervenimpuls

5.8. Trigger der Dopaminfreisetzung

5.8.1. Trigger axonaler Dopaminfreisetzung: Kalziumionen () an N-, P/Q-, T-, R-Kanälen

Die axonale Dopaminfreisetzung wird durch extrazelluläre ausgelöst.
Die somatodendritische Dopaminfreisetzung in der pars compacta () besteht auch bei so niedrigen extrazellulären fort, die nicht ausreichen würden, die axonale Freisetzung im zu erhöhen.
Die durch einen Einzelimpuls im en Striatum und im evozierte Dopaminfreisetzung ist unabhängig von der Regulierung durch gleichzeitig freigesetztes oder . Der erste Impuls setzt ca. 60 % des Dopamins aus dem freisetzungsbereiten Vesikelpool frei.

Die axonale Freisetzung scheint kanalabhängig zu sein. Die striatale axonale Dopaminfreisetzung wurde:

  • durch N-Kanal-Blocker (Omega-Conotoxin GVIA, 100 nm) vollständig verhindert (Cav2-Kanal)
  • durch P/Q-Kanal-Blocker (Omega-Agatoxin IVA, 200 nm) um 75 % verringert (Cav2-Kanal)
  • durch T-Kanal-Blocker (Ni2+, 100 Mikrometer) um 25 % verringert (Cav3-Kanal)
  • durch R-Kanal-Blocker (SNX-482, 100 nm) um 25 % verringert
    • anders: R-Kanal ohne Einfluss
  • durch L-Kanal-Blocker (Nifedipin, 20 Mikrometer) nicht verringert (Cav1-Kanal)
    • anders: L-Kanal mit Einfluss

Die verschiedenen Typen von Kalziumkanälen sind:
L-Typ („l“onglasting, langanhaltender Strom),
T-Typ („t“ransient, geringer Strom),
N-Typ („n“either L oder T, in „N“euronen),
P/Q-Typ (in „P“urkinje-Zellen des Kleinhirns ()) sowie den
R-Typ („r“emaining) VGCCs (voltage-gated channels)

Keiner dieser Kanalblocker beeinflusste die somatodendritische Dopaminfreisetzung in der , weder allein, noch gemeinsam (verkürzten gemeinsam aber die Dauer der Freisetzung).

Eine Hemmung von Cav1-Kanälen kann das Überleben von -Neuronen fördern.

Die auslösenden Stoffe der axonalen Dopaminfreisetzung sind weitgehend unbekannt.
An schnellen Synapsen:

  • Synaptotagmin 1,2 und 9 lösen eine schnelle Freisetzung aus
  • Synaptotagmin 7 und Doc2 vermitteln die Sensitivität
    • der asynchronen und spontanen Freisetzung
    • der

Nur 8 Synaptotagmine binden : Synaptotagmin 1, 2, 3, 5, 6, 7, 9, und 10

5.8.2. Trigger somatodendritischer Dopaminfreisetzung

Somatodendritische Freisetzung vermitteln:

  • Synaptotagmin 4
  • Synaptotagmin 7

5.8.3. Spontane Populationsaktivität ()

en können mehrere Zustände haben

  • stiller Zustand
    • geringes Feuern
  • spontan aktiver Zustand
    • tonische
    • Bereitschaft, auch Bursts zu feuern
  • aktiver Zustand
    • Burstfeuerung

Manipulationen, die die Anzahl der Zellen im spontan aktiven Zustand erhöhen, verändern zugleich Wahrscheinlichkeit der Feuerraten von einer Normalverteilung zu einer biphasischen Verteilung. Dies ist auf die Aktivierung stiller Zellen zurückzuführen, die mit einer niedrigeren Rate feuern können als spontan aktive Zellen; wenn also mehr Zellen von still zu aktiv wechseln, ändert sich die Gesamtfeuerungsrate nicht oder nimmt leicht ab.

Übersetzt mit www.DeepL.com/Translator (kostenlose Version)

5.8.3.1. NMDA im erhöht spontane Populationsaktivität

Eine NMDA-Infusion in das e Subiculum des () erhöht die Anzahl der spontan aktiven -Neuronen (Populationsaktivität). Die oder die durchschnittliche Burst-Aktivität wird dadurch nicht unmittelbar verändert.
Infusion des -Rezeptor- Kynurensäure in den hob die NMDA-Wirkung auf.
Glutamaterge Afferenzen vom zum aktivieren -Neuronen im und beeinfussen -Populationsaktivität wie Regulierung der .

  • Infusion von Tetrodotoxin in den beeinflussten die -Populationsaktivität nicht
  • Infusion von Kynurensäure in den oder Tetrodotoxin in den verringerten die und das Burst-Firing von -Neuronen, ohne die Anzahl der spontan aktiven -Neuronen zu verändern.

Eine gleichzeitige Erregung von und PPN bewirkt einen signifikanten Anstieg sowohl der en Populationsaktivität als auch des Burst-Feuerns, was die Anzahl der en mit hoher Burstaktivität vervierfacht. Die Aktivität der -Neuronen-Population ist offenbar nicht einfach mit der tonischen Freisetzung von im Vorderhirn verbunden, sondern stellt vielmehr einen rekrutierbaren Pool von -Neuronen dar, der durch erregende Inputs weiter moduliert werden kann, um eine abgestufte phasische Reaktion zu induzieren. Die synchrone Aktivität verschiedener ter Eingänge zum scheint selektive Populationen von -Neuronen phasenweise zu aktivieren.

Folglich kontrolliert der die Anzahl der -Neuronen, die durch den PPN phasenweise aktiviert werden können, indem er die Anzahl der -Neuronen reguliert, die entladen. Der PPN liefert also das “Signal” für phasische Dopaminsausschüttung, die je nach Regulierungsstand des schwächer oder stärker ausfällt. Der ist wie der Lautstärkeregler einer Stereoanlage, während der PNN das Musiksignal liefert, das leiser oder lauter abgespielt wird. Der spielt eine Rolle bei der kontextabhängigen Verarbeitung, und sein Einfluss kann je nach Umgebung variieren. So aktivieren relevante Reize in einem gutartigen Kontext den PPN, sodass der moderate Anteil der -Neuronen, die vom aktiviert werden, in Schüben feuern kann.

5.8.3.2. Neuroleptika erhöhen spontane Populationsaktivität und

Haloperidol, L-Sulpirid, Chlorpromazin, Clozapin:

  • e Gabe erhöht die spontane von -Neuronen
    • in (A9) und (A10)
    • Clozapin nur in , nicht in
    • keine Veränderung durch Promethazin, d-Sulpirid oder Imipramin
  • e Gabe erhöht sie so weit, dass nahezu alle en depolarisiert sind, was spontanes Feuern fast vollständig verhindert
    • , und Apomorphin stellten die wieder her, nicht aber
5.8.3.3. Stickstoffmonoxid-Synthase (NOS) im erhöht spontane Populationsaktivität und

Stickstoffmonoxid-Synthase (NOS) im reguliert die tonische Aktivität und Reaktionsfähigkeit von -Neuronen auf kortikale und striatale Inputs in der
NOS-Substrat in Verbindung mit intermittierenden Perioden striataler und kortikaler Stimulation erhöhte die mittlere der -Zellpopulation

5.8.3.4. reguliert spontane Populationsaktivität, und Bursts in und

Läsionen des durch lokale Injektion von Ibotensäure bewirkten:

  • im
    • verringerte Populationsaktivität (Anzahl spontan aktiver en)
    • unverändertes oder Burst-Aktivität von -Neuronen
  • in
    • unveränderte Populationsaktivität
    • erhöhte
    • unveränderte Burst-Aktivität

5.8.4. -Bursts ()

5.8.4.1. NMDA im PPN erhöht -Bursts

Eine NMDA-Aktivierung des Pedunculopontinen Nucleus (PPN, auch pädunculopontiner tegmentaler Nucleus, PPTg) bewirkt einen signifikanten Anstieg der -Neuronen-Bursts, ohne die Populationsaktivität zu beeinflussen.

Die phasische Aktivierung von Burst-Feuern in -Neuronen kann nur bei en erfolgen, die depolarisiert sind und spontan feuern. Durch erge Einflüsse hyperpolarisierte -Neuronen weisen eine Magnesiumblockade des NMDA-Kanals auf und können bei Stimulierung durch NMDA keinen Burst auslösen.

5.8.4.2. NMDA im em mesopontinem Tegmentum erhöht Populationsaktivität und phasische Dopaminaktivität im

Das mesopontine Tegmentum unterteilt sich in:

  • Lateroer tegmentaler Kern
    • liefert tonischen Input für die Aufrechterhaltung des en Burst Feuerns
  • Pedunculopontiner Nucleus (PPN/PPTg)
    • reguliert Übergang vom Single--Firing zum Burst Firing
  • Rostroer tegmentaler Nukleus
    • liefert hemmenden Input für
    • verringert die spontane Aktivität der -Neuronen
  • es mesopontines Tegmentum
    • an PPN/PPTg angrenzend
    • reguliert sowohl die Populationsaktivität als auch das Burst-Firing von -Neuronen im
    • NMDA-Aktivierung bewirkt
      • Anstieg der Anzahl spontan aktiver -Neuronen
      • Anstieg des Burst Feuerns von -Neuronen
        • Anstieg e mit extrazellulärem -Efflux im in vivo

  1. Liu, Kaeser (2019): Mechanisms and regulation of dopamine release. Curr Opin Neurobiol. 2019 Aug;57:46-53. doi: 10.1016/j.conb.2019.01.001. PMID: 30769276; PMCID: PMC6629510. REVIEW

  2. Liu, Goel, Kaeser (2021): Spatial and temporal scales of dopamine transmission. Nat Rev Neurosci. 2021 Jun;22(6):345-358. doi: 10.1038/s41583-021-00455-7. PMID: 33837376; PMCID: PMC8220193. REVIEW

  3. Marinelli M, McCutcheon JE (2014): Heterogeneity of dopamine neuron activity across traits and states. Neuroscience. 2014 Dec 12;282:176-97. doi: 10.1016/j.neuroscience.2014.07.034. PMID: 25084048; PMCID: PMC4312268.

  4. Zhang, Doyon, Clark, Phillips, Dani (2009): Controls of tonic and phasic dopamine transmission in the dorsal and ventral striatum. Mol Pharmacol. 2009 Aug;76(2):396-404. doi: 10.1124/mol.109.056317. PMID: 19460877; PMCID: PMC2713129.

  5. Rillich (2019): Das dopaminerge System im Gehirn des Menschen: molekulare Grundlagen, Anatomie, Physiologie und Pathologie

  6. Keath, Iacoviello, Barrett, Mansvelder, McGehee (2007): Differential modulation by nicotine of substantia nigra versus ventral tegmental area dopamine neurons. J Neurophysiol. 2007 Dec;98(6):3388-96. doi: 10.1152/jn.00760.2007. PMID: 17942622.

  7. Devoto, Sagheddu, Santoni, Flore, Saba, Pistis, Gessa (2020): Noradrenergic Source of Dopamine Assessed by Microdialysis in the Medial Prefrontal Cortex. Front Pharmacol. 2020 Sep 23;11:588160. doi: 10.3389/fphar.2020.588160. PMID: 33071798; PMCID: PMC7538903.

  8. Myslivecek (2022): Dopamine and Dopamine-Related Ligands Can Bind Not Only to Dopamine Receptors. Life (Basel). 2022 Apr 19;12(5):606. doi: 10.3390/life12050606. PMID: 35629274; PMCID: PMC9147915. REVIEW

  9. Fuxe K, Dahlström AB, Jonsson G, Marcellino D, Guescini M, Dam M, Manger P, Agnati L (2010): The discovery of central monoamine neurons gave volume transmission to the wired brain. Prog Neurobiol. 2010 Feb 9;90(2):82-100. doi: 10.1016/j.pneurobio.2009.10.012. PMID: 19853007. REVIEW

  10. Zhou Z, Misler S, Chow RH (1996): Rapid fluctuations in transmitter release from single vesicles in bovine adrenal chromaffin cells. Biophys J. 1996 Mar;70(3):1543-52. doi: 10.1016/S0006-3495(96)79718-7. PMID: 8785312; PMCID: PMC1225082.

  11. Sulzer D, Cragg SJ, Rice ME (2016): Striatal dopamine neurotransmission: regulation of release and uptake. Basal Ganglia. 2016 Aug;6(3):123-148. doi: 10.1016/j.baga.2016.02.001. PMID: 27141430; PMCID: PMC4850498. REVIEW

  12. Bulumulla, Krasley, Cristofori-Armstrong, Valinsky, Walpita, Ackerman, Clapham, Beyene (2022): Visualizing synaptic dopamine efflux with a 2D composite nanofilm. Elife. 2022 Jul 4;11:e78773. doi: 10.7554/eLife.78773. PMID: 35786443; PMCID: PMC9363124.

  13. Ford CP (2014): The role of D2-autoreceptors in regulating dopamine neuron activity and transmission. Neuroscience. 2014 Dec 12;282:13-22. doi: 10.1016/j.neuroscience.2014.01.025. PMID: 24463000; PMCID: PMC4108583. REVIEW

  14. Hinghofer-Szalkay: Synapsen, physiologie.cc

  15. Structure of Chemical Synapses

  16. Uchigashima, Ohtsuka, Kobayashi, Watanabe (2016): Dopamine synapse is a neuroligin-2-mediated contact between dopaminergic presynaptic and GABAergic postsynaptic structures. Proc Natl Acad Sci U S A. 2016 Apr 12;113(15):4206-11. doi: 10.1073/pnas.1514074113. PMID: 27035941; PMCID: PMC4839454.

  17. Staal RG, Mosharov EV, Sulzer D (2004): Dopamine neurons release transmitter via a flickering fusion pore. Nat Neurosci. 2004 Apr;7(4):341-6. doi: 10.1038/nn1205. PMID: 14990933.

  18. Sulzer, Cragg, Rice (2016): Striatal dopamine neurotransmission: regulation of release and uptake. Basal Ganglia. 2016 Aug;6(3):123-148. doi: 10.1016/j.baga.2016.02.001. PMID: 27141430; PMCID: PMC4850498. REVIEW

  19. (Sulzer, Cragg, Rice (2016): Striatal dopamine neurotransmission: regulation of release and uptake. Basal Ganglia. 2016 Aug;6(3):123-148. doi: 10.1016/j.baga.2016.02.001. PMID: 27141430; PMCID: PMC4850498. REVIEW

  20. Scepek S, Coorssen JR, Lindau M (1998): Fusion pore expansion in horse eosinophils is modulated by Ca2+ and protein kinase C via distinct mechanisms. EMBO J. 1998 Aug 3;17(15):4340-5. doi: 10.1093/emboj/17.15.4340. PMID: 9687502; PMCID: PMC1170767.

  21. Staal RG, Hananiya A, Sulzer D (2008): PKC theta activity maintains normal quantal size in chromaffin cells. J Neurochem. 2008 Jun;105(5):1635-41. doi: 10.1111/j.1471-4159.2008.05264.x. PMID: 18248621; PMCID: PMC6589162.

  22. Pereira, Sulzer (2012): Mechanisms of dopamine quantal size regulation. Front Biosci (Landmark Ed). 2012 Jun 1;17(7):2740-67. doi: 10.2741/4083. PMID: 22652810. REVIEW

  23. Hinghofer-Szalkay: Nervenzellen im Verbund; Physiologie des Kortex, physiologie.cc

  24. Garris, Ciolkowski, Pastore, Wightman (1994): Efflux of dopamine from the synaptic cleft in the nucleus accumbens of the rat brain. J Neurosci. 1994 Oct;14(10):6084-93. doi: 10.1523/JNEUROSCI.14-10-06084.1994. PMID: 7931564; PMCID: PMC6577011.

  25. Elizarova, Chouaib, Shaib, Hill, Mann, Brose, Kruss, Daniel (2022): A fluorescent nanosensor paint detects dopamine release at axonal varicosities with high spatiotemporal resolution. Proc Natl Acad Sci U S A. 2022 May 31;119(22):e2202842119. doi: 10.1073/pnas.2202842119. PMID: 35613050; PMCID: PMC9295782.

  26. [Matsuda W, Furuta T, Nakamura KC, Hioki H, Fujiyama F, Arai R, Kaneko T (2009): Single nigrostriatal dopaminergic neurons form widely spread and highly dense axonal arborizations in the neostriatum. J Neurosci. 2009 Jan 14;29(2):444-53. doi: 10.1523/JNEUROSCI.4029-08.2009. PMID: 19144844; PMCID: PMC6664950.)](https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6664950/

  27. Condon AF, Robinson BG, Asad N, Dore TM, Tian L, Williams JT (2021): The residence of synaptically released dopamine on D2 autoreceptors. Cell Rep. 2021 Aug 3;36(5):109465. doi: 10.1016/j.celrep.2021.109465. PMID: 34348146; PMCID: PMC8351352.

  28. Robinson BG, Cai X, Wang J, Bunzow JR, Williams JT, Kaeser PS (2019): RIM is essential for stimulated but not spontaneous somatodendritic dopamine release in the midbrain. Elife. 2019 Sep 5;8:e47972. doi: 10.7554/eLife.47972. PMID: 31486769; PMCID: PMC6754207.

  29. Gantz SC, Bunzow JR, Williams JT. (2013): Spontaneous inhibitory synaptic currents mediated by a G protein-coupled receptor. Neuron. 2013 Jun 5;78(5):807-12. doi: 10.1016/j.neuron.2013.04.013. PMID: 23764286; PMCID: PMC3697754.

  30. Cragg SJ, Rice ME (2004): DAncing past the DAT at a DA synapse. Trends Neurosci. 2004 May;27(5):270-7. doi: 10.1016/j.tins.2004.03.011. PMID: 15111009.

  31. Wiencke K, Horstmann A, Mathar D, Villringer A, Neumann J (2020): Dopamine release, diffusion and uptake: A computational model for synaptic and volume transmission. PLoS Comput Biol. 2020 Nov 30;16(11):e1008410. doi: 10.1371/journal.pcbi.1008410. PMID: 33253315; PMCID: PMC7728201.

  32. Zhou FW, Jin Y, Matta SG, Xu M, Zhou FM (2009): An ultra-short dopamine pathway regulates basal ganglia output. J Neurosci. 2009 Aug 19;29(33):10424-35. doi: 10.1523/JNEUROSCI.4402-08.2009. PMID: 19692618; PMCID: PMC3596265.

  33. González-Rodríguez, Zampese, Stout, Guzman, Ilijic, Yang B, Tkatch, Stavarache, Wokosin, Gao L, Kaplitt, López-Barneo, Schumacker, Surmeier (2022): Disruption of mitochondrial complex I induces progressive parkinsonism. Nature. 2021 Nov;599(7886):650-656. doi: 10.1038/s41586-021-04059-0. Epub 2021 Nov 3. Erratum in: Nature. 2022 Mar;603(7899):E1. PMID: 34732887; PMCID: PMC9189968.

  34. Biederer, Kaeser, Blanpied (2017): Transcellular Nanoalignment of Synaptic Function. Neuron. 2017 Nov 1;96(3):680-696. doi: 10.1016/j.neuron.2017.10.006. PMID: 29096080; PMCID: PMC5777221. REVIEW

  35. Südhof (2012): The presynaptic active zone. Neuron. 2012 Jul 12;75(1):11-25. doi: 10.1016/j.neuron.2012.06.012. PMID: 22794257; PMCID: PMC3743085. REVIEW

  36. Altrock, tom Dieck, Sokolov, Meyer, Sigler, Brakebusch, Fässler, Richter, Boeckers, Potschka, Brandt, Löscher, Grimberg, Dresbach, Hempelmann, Hassan, Balschun, Frey, Brandstätter, Garner, Rosenmund, Gundelfinger (2003): Functional inactivation of a fraction of excitatory synapses in mice deficient for the active zone protein bassoon. Neuron. 2003 Mar 6;37(5):787-800. doi: 10.1016/s0896-6273(03)00088-6. PMID: 12628169.

  37. Caillé, Dumartin, Bloch (1996): Ultrastructural localization of D1 dopamine receptor immunoreactivity in rat striatonigral neurons and its relation with dopaminergic innervation. Brain Res. 1996 Aug 19;730(1-2):17-31. doi: 10.1016/0006-8993(96)00424-6. PMID: 8883884.

  38. Mazei-Robison MS, Bowton E, Holy M, Schmudermaier M, Freissmuth M, Sitte HH, Galli A, Blakely RD (2008): Anomalous dopamine release associated with a human dopamine transporter coding variant. J Neurosci. 2008 Jul 9;28(28):7040-6. doi: 10.1523/JNEUROSCI.0473-08.2008. PMID: 18614672; PMCID: PMC2573963.

  39. Itokawa M, Lin Z, Uhl GR (2002): Dopamine efflux via wild-type and mutant dopamine transporters: alanine substitution for proline-572 enhances efflux and reduces dependence on extracellular dopamine, sodium and chloride concentrations. Brain Res Mol Brain Res. 2002 Dec;108(1-2):71-80. doi: 10.1016/s0169-328x(02)00515-6. PMID: 12480180.

  40. Sulzer D, Galli A (2003): Dopamine transport currents are promoted from curiosity to physiology. Trends Neurosci. 2003 Apr;26(4):173-6. doi: 10.1016/S0166-2236(03)00063-8. PMID: 12689764.

  41. Johnson LA, Guptaroy B, Lund D, Shamban S, Gnegy ME (2005): Regulation of amphetamine-stimulated dopamine efflux by protein kinase C beta. J Biol Chem. 2005 Mar 25;280(12):10914-9. doi: 10.1074/jbc.M413887200. PMID: 15647254.

  42. Fog JU, Khoshbouei H, Holy M, Owens WA, Vaegter CB, Sen N, Nikandrova Y, Bowton E, McMahon DG, Colbran RJ, Daws LC, Sitte HH, Javitch JA, Galli A, Gether U (2006): Calmodulin kinase II interacts with the dopamine transporter C terminus to regulate amphetamine-induced reverse transport. Neuron. 2006 Aug 17;51(4):417-29. doi: 10.1016/j.neuron.2006.06.028. PMID: 16908408.

  43. Bowton E, Saunders C, Reddy IA, Campbell NG, Hamilton PJ, Henry LK, Coon H, Sakrikar D, Veenstra-VanderWeele JM, Blakely RD, Sutcliffe J, Matthies HJ, Erreger K, Galli A (2014): SLC6A3 coding variant Ala559Val found in two autism probands alters dopamine transporter function and trafficking. Transl Psychiatry. 2014 Oct 14;4(10):e464. doi: 10.1038/tp.2014.90. PMID: 25313507; PMCID: PMC4350523.

  44. Khoshbouei H, Sen N, Guptaroy B, Johnson L’, Lund D, Gnegy ME, Galli A, Javitch JA (2004): N-terminal phosphorylation of the dopamine transporter is required for amphetamine-induced efflux. PLoS Biol. 2004 Mar;2(3):E78. doi: 10.1371/journal.pbio.0020078. Epub 2004 Mar 16. PMID: 15024426; PMCID: PMC368172.

  45. Wise RA, Bozarth MA (1987): A psychomotor stimulant theory of addiction. Psychol Rev. 1987 Oct;94(4):469-92. PMID: 3317472.

  46. Ford CP, Gantz SC, Phillips PE, Williams JT (2010): Control of extracellular dopamine at dendrite and axon terminals. J Neurosci. 2010 May 19;30(20):6975-83. doi: 10.1523/JNEUROSCI.1020-10.2010. PMID: 20484639; PMCID: PMC2883253.

  47. Seeman P, Madras BK (1998): Anti-hyperactivity medication: methylphenidate and amphetamine. Mol Psychiatry. 1998 Sep;3(5):386-96. doi: 10.1038/sj.mp.4000421. PMID: 9774771. REVIEW

  48. Chen, Moran, Avshalumov, Rice (2006): Limited regulation of somatodendritic dopamine release by voltage-sensitive Ca channels contrasted with strong regulation of axonal dopamine release. J Neurochem. 2006 Feb;96(3):645-55. doi: 10.1111/j.1471-4159.2005.03519.x. PMID: 16405515.

  49. Brimblecombe, Gracie, Platt, Cragg (2015): Gating of dopamine transmission by calcium and axonal N-, Q-, T- and L-type voltage-gated calcium channels differs between striatal domains. J Physiol. 2015 Feb 15;593(4):929-46. doi: 10.1113/jphysiol.2014.285890. PMID: 25533038; PMCID: PMC4398530.

  50. Kaeser, Regehr (2014): Molecular mechanisms for synchronous, asynchronous, and spontaneous neurotransmitter release. Annu Rev Physiol. 2014;76:333-63. doi: 10.1146/annurev-physiol-021113-170338. Epub 2013 Nov 21. PMID: 24274737; PMCID: PMC4503208. REVIEW

  51. Mendez, Bourque, Fasano, Kortleven, Trudeau (2011): Somatodendritic dopamine release requires synaptotagmin 4 and 7 and the participation of voltage-gated calcium channels. J Biol Chem. 2011 Jul 8;286(27):23928-37. doi: 10.1074/jbc.M111.218032. PMID: 21576241; PMCID: PMC3129174.

  52. Marinelli M, McCutcheon JE (2014): Heterogeneity of dopamine neuron activity across traits and states. Neuroscience. 2014 Dec 12;282:176-97. doi: 10.1016/j.neuroscience.2014.07.034. PMID: 25084048; PMCID: PMC4312268. REVIEW

  53. Lodge DJ, Grace AA (2006): The hippocampus modulates dopamine neuron responsivity by regulating the intensity of phasic neuron activation. Neuropsychopharmacology. 2006 Jul;31(7):1356-61. doi: 10.1038/sj.npp.1300963. PMID: 16319915.

  54. Floresco SB, Todd CL, Grace AA (2001): Glutamatergic afferents from the hippocampus to the nucleus accumbens regulate activity of ventral tegmental area dopamine neurons. J Neurosci. 2001 Jul 1;21(13):4915-22. doi: 10.1523/JNEUROSCI.21-13-04915.2001. PMID: 11425919; PMCID: PMC6762358.

  55. Véronneau-Veilleux F, Robaey P, Ursino M, Nekka F (2022): A mechanistic model of ADHD as resulting from dopamine phasic/tonic imbalance during reinforcement learning. Front Comput Neurosci. 2022 Jul 18;16:849323. doi: 10.3389/fncom.2022.849323. PMID: 35923915; PMCID: PMC9342605.

  56. Chiodo LA, Bunney BS (1983): Typical and atypical neuroleptics: differential effects of chronic administration on the activity of A9 and A10 midbrain dopaminergic neurons. J Neurosci. 1983 Aug;3(8):1607-19. doi: 10.1523/JNEUROSCI.03-08-01607.1983. PMID: 6135762; PMCID: PMC6564520.

  57. Bunney BS, Grace AA (1978): Acute and chronic haloperidol treatment: comparison of effects on nigral dopaminergic cell activity. Life Sci. 1978 Oct 23;23(16):1715-27. doi: 10.1016/0024-3205(78)90471-x. PMID: 31529.

  58. White FJ, Wang RY (1983): Differential effects of classical and atypical antipsychotic drugs on A9 and A10 dopamine neurons. Science. 1983 Sep 9;221(4615):1054-7. doi: 10.1126/science.6136093. PMID: 6136093.

  59. West AR, Grace AA (2000): Striatal nitric oxide signaling regulates the neuronal activity of midbrain dopamine neurons in vivo. J Neurophysiol. 2000 Apr;83(4):1796-808. doi: 10.1152/jn.2000.83.4.1796. PMID: 10758092.

  60. Shim SS, Bunney BS, Shi WX (1996): Effects of lesions in the medial prefrontal cortex on the activity of midbrain dopamine neurons. Neuropsychopharmacology. 1996 Nov;15(5):437-41. doi: 10.1016/S0893-133X(96)00052-8. PMID: 8914116.

  61. Floresco SB, West AR, Ash B, Moore H, Grace AA (2003): Afferent modulation of dopamine neuron firing differentially regulates tonic and phasic dopamine transmission. Nat Neurosci. 2003 Sep;6(9):968-73. doi: 10.1038/nn1103. PMID: 12897785.

  62. Mayer ML, Westbrook GL, Guthrie PB (1984): Voltage-dependent block by Mg2+ of NMDA responses in spinal cord neurones. Nature. 1984 May 17-23;309(5965):261-3. doi: 10.1038/309261a0. PMID: 6325946.

  63. Chen L, Lodge DJ (2013): The lateral mesopontine tegmentum regulates both tonic and phasic activity of VTA dopamine neurons. J Neurophysiol. 2013 Nov;110(10):2287-94. doi: 10.1152/jn.00307.2013. PMID: 24004527; PMCID: PMC3841868.

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